(一) 皮膚和粘膜的取材  
    皮膚和粘膜是上皮細胞培養的重要組織來源，主要取自于手術過程中的皮片，方法似外科取斷層皮片手術操作，但面積一般2~4cm2即可，這樣局部*痕，若對燒傷皮膚進行上皮細胞膜片移植，可從大腿或臀部取較大皮片，可取2~4cm2皮片，但取材時不要用碘酒消毒；若培養上皮細胞，取材時不要切取太厚，盡可能去除所攜帶的皮下或粘膜下組織；若欲培養成纖維細胞，則反之。皮膚粘膜與外界相通部位，因表面細菌、霉菌很多，取材時應嚴格消毒，必要時要用高濃度抗菌素和適量兩性霉素B漂洗、浸泡。  
(二)內臟和實體瘤的取材  
    內臟除消化道外基本是無菌的，但取材時要明確和熟悉所需組織的類型和部位，實體瘤取材時要取腫瘤細胞豐富的區域，要避開破潰、壞死液化部分，以防污染，盡量去除混雜的結締組織，否則培養后，由于成纖維細胞的生長給以后的培養工作增加困難。

(三)血液細胞的取材  
    血液及淋巴組織中的血細胞、淋巴細胞的取材，一般多抽取靜脈外周血，或從淋巴組織中（如脾、扁桃體、胸腺、淋巴結等）分離細胞，取材時應注意抗凝，通常采用肝素抗凝，常用肝素濃度為8~10u/mL血，抽血的針筒也要用肝素濕潤，若從血站取來的獻血員的血液，因血站不用肝素抗凝劑，常用含枸椽酸鹽抗凝，對此類血標本千萬不能用含鈣、鎂離子的洗液來處理細胞，因此時的鈣、鎂離子可加速血液中*促進血液凝固而影響收獲血細胞及淋巴細胞。此外要嚴格無菌，盡量新鮮使用。  
(四)骨髓、羊水、胸/腹水細胞取材  
    取上述標本時，除嚴格無菌，注意抗凝外，還要盡快分離培養，一般無需其他處理，離心后，用無鈣、鎂PBS洗兩次，再用培養液洗一次后即可培養，不宜低溫存放。

(五)動物組織取材  
1、鼠胚組織取材  
    首先用引頸或氣管窒息致死法處死孕期合適的動物，然后將其整個浸泡在含有75%酒精的燒杯中，5分鐘后（注意時間不能太長，以避免酒精從口或其他通道進入體內，影響組織活力），取出動物，在消毒過的木板上可用無菌的圖釘或大頭針固定四肢，切開皮膚，用無菌操作法解剖取胚或用無菌*挾起皮膚、用無菌眼科剪沿軀干中部環形剪開皮膚，用*分別挾住兩側皮膚拉向頭尾，把動物反包，暴露軀干，然后再固定，更換無菌解剖器材，采用無菌操作法解剖取出胚胎。  
2、幼鼠胚腎（或肺）取材  
    幼鼠采用上述方法處死消毒后，腹部朝上固定在木板上，先切開游離毛皮并拉開至兩側：然后采用無菌法打開胸腔取肺，或背部朝上固定在木板上，先將背部毛皮切開游離并拉向兩側，然后采用無菌法從背部打開腹腔取腎。  
(六)人胚體組織取材  
    在局部先用碘酒后用75%酒精棉球消毒，無菌法取人胚肺（腎），方法與鼠類相同。  
(七)雞（鴨）鳥類胚胎組織取材  
    取孵化至適當胚齡（9~12天）的胚蛋，用照蛋燈在暗處燈檢，若有豐富血管、胚體有運動的胚蛋，說明胚體發育良好，并用有色筆劃出氣室和胚體位置。將胚蛋置于蛋架上，先用溫水清洗蛋殼，再用75%酒精棉球擦干，經碘酒、75%酒精消毒后，在無菌條件下采用無菌法用剪刀或中號鑷子打開氣室，沿氣室邊緣去除蛋殼，再用*撕去殼膜，暴露出雞胚，再用彎頭鑷輕挑起胚頭，取出胚胎，放入無菌平皿中，解剖取材。